Aspergillus niger

Aspergillus niger sur panneau de gypseAspergillus niger sur boisAspergillus niger sur panneau cartonnéAspergillus niger sur gélose EMAspergillus niger sur gélose RBAspergillus niger - StéréoscopieAspergillus niger - Microscopie

Introduction

Taxonomie

Règne Fungi Famille Trichomaceae
Phylum Ascomycota Genre Aspergillus (section Nigri) (groupe niger)
Classe Euascomycetes (Eurotiomycetes) Espèce niger
Ordre Eurotiales    

Il y a plus de 200 espèces nommées d’Aspergillus {3318}. Les Aspergillus noirs font partie d’un groupe d’espèces appelé « section Nigri » et autrefois connu sous le nom de « Aspergillus niger groupe » : toutes les espèces de la section ont des têtes de conidies noires.

Dans le présent texte, Aspergillus niger se rapportera à l’espèce, sauf indication contraire.

La section Nigri inclut 15 espèces à spores noires, y compris celles qui peuvent être confondues avec A. niger, c’est-à-direA. tubingensis, A. foetidus, A. carbonarius et A. awamori {3598}. Les espèces du groupe Aspergillus niger sont des hyphomycètes anamorphes hyalins : certaines ont des formes télémorphes comprises dans les genres Eupenicillium, Talaromyces, Hamigera et Trichocoma. L’Aspergillus niger n’a aucune forme télémorphe connue.

Écologie

L’A. niger est cosmopolite et d’occurrence très commune : il se développe sur la matière organique en conditions aérobies {2577}. Cette espèce est un contaminant commun sur les divers substrats {1056}; il a été trouvé dans le sol, dans le compost et sur la matière végétale en décomposition {2577}; il peut même se trouver sur les sols glacés et dans les environnements marins, mais il préfère habituellement les sols secs et chauds {989}.

Plus de détails

L’A. niger est souvent isolé dans la poussière domestique, le sol, les noix séchées, les fruits et les graines, et aussi dans différents genres de textiles non traités tels que le jute de chanvre et les bractées de coton; il est donc souvent abondant dans les industries textiles. A. niger peut également contaminer la viande et les œufs, causant une détérioration progressive des aliments; de même, les épices et les fruits séchés au soleil peuvent contenir de l’A. niger{715}. D’ailleurs, l’Aspergillus niger est l’un des microorganismes les plus importants utilisés en biotechnologie {2577} et il possède une énorme valeur économique {2534}.

Quoiqu’il soit considéré comme un contaminant omniprésent et inoffensif, l’Aspergillus niger peut, dans des circonstances spéciales et rares, causer des maladies humaines opportunistes {509} (voir l’onglet Problèmes de santé;section Infection et colonisation).

Exigences de croissance

L’A. niger est un mycète mésophile : sa température de croissance optimale est de 20-40 °C, avec une bonne croissance à 37 °C. Il peut survivre à 60 °C {989}, mais, dans les jus de fruits par exemple, il ne survit pas lorsqu’il est exposé à une température de 63 °C pendant 25 minutes {2497}.

Cette espèce est xérophile et exige un Aw (activité de l’eau) de 0,77 {989; 715}; ceci explique pourquoi l’A. niger est l’une des espèces d’Aspergillus les plus communes responsables de la pourriture après la récolte des fruits frais. De plus, il est fréquemment isolé dans les noix et les produits séchés au soleil {2543}. Cette espèce peut cependant très bien se développer dans un environnement où l’humidité relative est de 90-100 % {989; 715}. Néanmoins, il semble que, pour la production de la mycotoxine appelée ochratoxine A, un Aw d’au moins 0,92-0,94 est nécessaire {2543}. Enfin, l’A. niger peut se développer à des pH très faibles, c’est-à-dire jusqu’à 2,0 {989; 715}.

Activité de l’eau : Aw = 0,77 {989}

Croissance sur matériaux de construction et en environnement intérieur

L’Aspergillus niger est répandu en milieu résidentiel, même dans les environnements urbains, et il est présent tant dans les échantillons d’air intérieur que dans les échantillons d’air extérieur. L’A. niger peut être détecté croissant sur les matériaux de construction humides et dans les systèmes de ventilation contaminés. On le trouve également comme contaminant aéroporté dans plusieurs bâtiments où la matière végétale est transformée, ou bien dans les bâtiments où sont produits commercialement les métabolites de l’Aspergillus niger.

Plus de détails

Dans l’air extérieur de Zagreb (Croatie), parmi les Aspergillus aéroportés identifiés, l’A. niger était parmi les plus abondants, avec des concentrations moyennes inférieures de 0,21-1,04 ufc/m³ {300}.

Le prélèvement d’échantillons d’air extérieur de plusieurs secteurs urbains lithuaniens a indiqué que l’A. niger était l’espèce fongique aéroportée la plus commune, avec une prévalence de 84,25 % {2226}. En Arabie Saoudite, des prélèvements de poussière s’étant déposée sur le toit de nombreuses maisons et dans des taxis ont révélé la présence d’un nombre élevé de spores d’A. niger; les spores ont été récupérées dans 90 % des échantillons d’air (cultivés sur milieu de Czapek), et les décomptes totaux atteignaient 19 600 ufc/g de poussière sèche {930}. En Égypte, des échantillons de poussière aéroportée, prélevés sur les toits de maisons sélectionnées, ont permis de relever des concentrations de 33 à 68 ufc/mg d’A. niger {929}. Une autre recherche réalisée à plusieurs endroits en Égypte, menée sur des échantillons de particules en suspension et sur de la poussière s’étant déposée, a démontré la présence de l’A. niger dans 40-48 % des échantillons, à des concentrations atteignant 158 000 ufc/g de poussière sèche {1762}.

L’Aspergillus niger est également répandu en milieu intérieur. Dans 49 appartements de Bucarest, les spores d’A. nigerétaient présentes dans un pourcentage élevé d’échantillons (concentration non donnée), et la présence de ces spores a été associée aux réactions positives à un allergène spécifique d’A. niger chez les occupants {2538}. Dans une autre étude, l’A. niger était parmi les 5 mycètes les plus répandus dans les échantillons prélevés dans des maisons de patients allergiques aux moisissures, et il était le plus important du genre Aspergillus : il a été détecté dans 19,2 % des échantillons d’air intérieur et dans 25,3 % des échantillons d’air extérieur {624}.

En 2005, des milliers de maisons ont été inondées après le passage des ouragans Katrina et Rita sur la côte du golfe de la Louisiane. Une caractérisation des moisissures aéroportées a indiqué une fréquence d’A. niger de 55 % dans les échantillons d’air extérieur et de 95 % dans les échantillons d’air intérieur {695} : ceci suggère fortement que l’A. niger se développe aisément sur des matériaux de construction, après une inondation.

Des systèmes de ventilation peuvent être contaminés par l’A. niger. Par exemple, dans une étude environnementale de surveillance de l’Aspergillus réalisée dans un hôpital, 74 échantillons de poussière prélevés dans des conduites ont été analysés : A. niger était l’espèce d’Aspergillus la plus répandue, avec une concentration moyenne de 7,57 ufc/m³ {313}. Au cours d’autres études hospitalières, des résultats semblables ont été notés {342; 2461}.

A. niger est également largement répandu dans certains processus industriels, particulièrement durant les processus de manutention de la matière végétale brute, où il peut constituer jusqu’à 99 % des mycètes totaux aéroportés {2541}. Dans ces cas, il peut représenter une préoccupation dans les cas d’exposition professionnelle. Les mêmes constatations peuvent être faites en environnement intérieur rural où A. niger peut constituer jusqu’à 11 % de toutes les spores fongiques {2373} (voir l’onglet Milieux particuliers; section Maladies professionnelles).

Laboratoire

La manipulation des cultures de ce genre doit se faire en respectant
les précautions de laboratoire de base (niveau de biosécurité 2).

Morphologie macroscopique des colonies

Les colonies sont à croissance rapide sur tous les milieux. Sur milieu gélosé de Czapek-Dox à 25 °C, les colonies atteignent un diamètre de 4-5 cm en dedans de 7 jours et de 6-7 cm après 21 jours {989}. Les colonies se composent d’un feutre blanc ou jaune compact avec une couche dense de conidiophores de bruns à noirs {1056}; le revers de la colonie est de crème à jaune. Sur gélose à l’extrait de malt {1867}, les colonies sont plus clairsemées, mais elles sont fortement sporulées {715}. On observe une croissance pauvre sur le milieu gélosé à la créatinine, additionné de dichloran et de sucrose (CREAD) {1056}. Les colonies sur gélose pomme de terre et dextrose (PDA) à 25 °C sont d’abord blanches, devenant rapidement noires au moment de la production de conidies. Le revers de la colonie est jaune pâle et se plisse de façon radiale au cours de la croissance {816}.

Morphologie microscopique

Les hyphes sont septés et hyalins. Les têtes de conidies sont noires, de configuration globuleuse à radiale, et, à maturité, les têtes se segmentent en colonnes lâches. Les conidies sont globuleuses à sous-globuleuses, mesurant 3,5-5 µm de diamètre, et elles sont brunâtres et de texture verruqueuse, échinulée ou striée. Les conidiophores sont longs (400-3 000 µm), à paroi lisse, hyalins, devenant plus foncés à l’apex et se terminant en une vésicule globuleuse à sous-globuleuse (50-100 µm de diamètre). Les phialides (7,0-9,5 x 3-4 µm) sont portées sur des métules; les métules (15-25 x 4,5-6,0 µm), de hyalines à brunes, sont souvent septées {715; 812; 412; 816; 1056}.

Plus de détails

La taxonomie des Aspergillus noirs (Aspergillus section Nigri) n’est pas clairement établie, et plusieurs tentatives ont été réalisées afin de trouver des critères taxonomiques appropriés. L’identification des multiples espèces de la section Nigri est difficile et exige une expertise considérable; les méthodes conventionnelles sont uniquement basées sur les critères morphologiques. De nouvelles méthodes moléculaires, ou analyses par PCR, peuvent être utiles pour identifier seulement les espèces pour lesquelles des amorces spécifiques ont été produites. Ces méthodes sont extrêmement sensibles et spécifiques, et constituent un bon outil, particulièrement en regard de l’identification des souches toxinogènes {3587}.

Cependant, certaines des espèces les plus communes peuvent être facilement distinguées par des critères morphologiques à l’aide de clefs dichotomiques {464; 991}, bien que deux espèces du groupe niger, l’A. niger et l’A. tubingensis, restent difficilement distinguables.

Métabolites spécifiques

Composés organiques (incluant les COV)

A. niger produit une variété de métabolites secondaires, y compris l’acide oxalique {2577}, et certains composés organiques volatils (COV) comme le 3-methyl-1-butanol, le 1-octen-3-ol et le bisulfure diméthylique (diméthyldisulfure) de terpinéol {598}.

L’Aspergillus niger est l’un des microorganismes les plus importants utilisés en biotechnologie {2577} et, de ce fait, représente une grande valeur économique dans les procédés de fermentation industrielle : l’A. niger produit diverses substances, dont des enzymes telles que l’a-amylase {2534; 989}; il produit également des acides organiques comme l’acide oxalique, l’acide fumarique et l’acide citrique {2534}. A. niger est classé par plusieurs pays dans la catégorie « généralement considéré comme sans danger » (Generally Recognized As Safe ou GRAS) pour l’industrie alimentaire {715; 2577}.

Plus de détails

En outre, A. niger produit certains autres métabolites secondaires aux propriétés biologiques intéressantes, comme l’acide 3-furanacétique, l’acide butanedioïque, la deacétylaustine, la dehydroaustine, l’acide d’éthanedioïque, l’orlandin, l’acide oxalique, trois métabolites de la phenprocoumone, quatre métabolites de la warfarine de même que le yanuthone {812}.

Mycotoxines

L’Aspergillus niger produit plusieurs métabolites. Parmi ces métabolites, figurent certaines mycotoxines puissantes : l’austine, la fumonisine B2, la gliotoxine, les malformines dont la malformine C, l’ochratoxine A et l’acide phthioique. Certains métabolites secondaires de l’A. niger, soit la malformine C ainsi que certains naptho-?-quinones et naphtho-?-pyrones {3613}, ont montré des effets toxiques {516} sans que ces métabolites fassent vraiment partie des mycotoxines à proprement parler {715}.

Quelques souches d’A. niger produisent également de véritables mycotoxines telles que la nigérazine B, la nigragilline et l’ochratoxine A (OA) {2534}. Cette dernière suscite une attention croissante en raison des risques pour la santé animale et humaine, qui y sont associés. La mycotoxine OA est reconnue comme étant néphrotoxique, cancérogène, tératogène et immunosuppressive, aussi bien chez l’homme que chez l’animal {2589; 2534}. La plupart des études portant sur les mycotoxines ont été menées alors que des aliments destinés aux humains et aux animaux servaient de substrat, toutefois l’A. niger peut également produire des mycotoxines en croissant sur des matériaux de construction {603}.

Plus de détails

Dans une étude réalisée par Abarca et al., 9 des 19 souches d’A. niger, isolées à partir des aliments pour le bétail, produisaient de l’OA, tant en culture liquide qu’en culture sur du maïs {2526}. Ordinairement, seulement 3-10 % des souches examinées pour la production d’OA sont positives dans des conditions favorables {2577}. Les concentrations produites par les Aspergillus section Nigri sont souvent significatives : par exemple, sur les raisins à vin, les concentrations d’OA atteignent de 2 à 24,5 ng/mL, alors qu’une valeur guide estimée par le Comité scientifique de l’alimentation humaine de la Commission européenne pour une dose journalière tolérable se situe préférablement en dessous de 5 ng/kg p.c./jour {2539}. Il est à noter toutefois que ces concentrations prélevées sur les raisins n’ont pu être spécifiquement liées à la seule présence de l’A. niger {3538; 2539}.

Bien que la production par l’A. niger d’aflatoxines à faible concentration ait été rapportée, cette espèce est généralement incapable d’en produire : il est possible que ces rapports erronés de production de petites quantités d’aflatoxines soient le résultat d’erreurs méthodologiques de détection {2577}. De fait, les produits obtenus par fermentation d’A. nigers’avèrent exempts d’aflatoxines, et la longue histoire de ces processus industriels a su établir l’innocuité de la production de ces métabolites  {2534}. Cependant, on a récemment rapporté que l’A. niger produit de la fumonisine B2, une mycotoxine cancérogène habituellement produite par le Fusarium verticillioides et d’autres Fusarium {1597}.

Quelques rapports ont mentionné que l’acide kojique pourrait être produit par l’A. niger, mais une revue portant sur l’innocuité de l’A. niger a conclu que cela est peu probable avec les procédés industriels utilisés à ce jour {2577}.

Peu de souches toxiques d’A. niger sont trouvées dans les céréales : dans une étude de dépistage des souches productrices d’OA appartenant aux genres Aspergillus et Eurotium, menée sur les matières premières des moulées (farines) destinées à la volaille (maïs, soja et pois), seulement 2 des 19 isolats d’A. niger var. niger étudiés ont produit de l’OA, aussi bien en culture liquide qu’en culture sur du maïs {2526}. Cependant, la production potentielle de l’ochratoxine pourrait être un risque imprévu pour la santé humaine et animale, si de telles souches étaient employées comme souches mères dans l’industrie alimentaire.

Accensi et al. ont récupéré de l’A. niger var.niger dans des céréales (15,4 % des échantillons), des légumineuses (27,8 %) et des moulées (6,1 %) : 3 isolats étaient producteurs de l’ochratoxine A {2589}. Selon Dalcero et al. {2540}, de 78 à 100 % des souches d’A. niger (var. niger et var. awamori) sont ochratoxinogènes dans les moulées pour les lapins; 61 % des A. niger (var. awamori) présents dans les moulées pour les porcs étaient des producteurs de l’OA. Cette toxine a également été identifiée en Amérique du Sud dans la mycoflore des raisins et des fruits secs {2539}.

La contamination naturelle et l’ensemencement expérimental de l’A. niger sur des matériaux de construction ont démontré que cette espèce produit plusieurs métabolites secondaires, y compris quelques-unes des mycotoxines mentionnées ci-dessus, tels les naphto-?-pyrones, les malformines et l’ochratoxine A {603}.

Problèmes de santé

Les risques sanitaires associés à l’exposition aux moisissures dans les bâtiments endommagés par l’eau sont bien établis, particulièrement en regard des symptômes respiratoires relatifs aux voies supérieures et inférieures. L’Aspergillus niger peut être présent en milieu intérieur en concentrations importantes et peut donc contribuer de manière significative à différents problèmes de santé associés à la qualité de l’air intérieur.

Irritation et inflammation

D’une manière générale, toutes les moisissures contiennent des substances qui sont des irritants et qui favorisent l’inflammation à un certain degré. Quelques composés organiques volatils (COV) produits par les moisissures en milieu intérieur sur des matériaux de construction humides peuvent contribuer à différents problèmes de santé tels que l’irritation des yeux, l’irritation du nez et de la gorge, la léthargie et les maux de tête {594}.

Peu d’études ont été publiées sur les propriétés inflammatoires spécifiques de l’A. niger. Les conidies de l’A. niger activent les macrophages alvéolaires du rat, entraînant la libération des médiateurs inflammatoires. Ces résultats suggèrent que l’inhalation d’un grand nombre de conidies d’A. niger pourrait mener à une inflammation pulmonaire {2541}.

Réactions allergiques

L’Aspergillus niger est associé aux réactions allergiques de Type I, incluant la rhinite {3443} et l’asthme de même que la sinusite allergique. Une étude au cours de laquelle 614 patients souffrant d’allergies respiratoires ont été examinés rapporte que la prévalence des cuti-réactions positives aux extraits de spores fongiques de l’A. niger était 20,4 % {162}.

Une étude américaine portant sur la concentration de moisissures dans les maisons d’enfants asthmatiques a démontré que l’Aspergillus niger et l’Aspergillus unguis étaient les deux espèces les plus abondantes et que ces deux espèces permettaient de distinguer les maisons des enfants aux prises avec un asthme grave de celles des enfants non asthmatiques {3638}. Cette étude suggère que l’A. niger serait associé à la sensibilisation allergique des enfants et à la présence de l’asthme. Une étude malaisienne ayant trait à la prévalence des cuti-réactions positives chez les sujets asthmatiques a révélé que, parmi les sujets démontrant une réactivité à au moins un aéroallergène commun, 0,7 % étaient positifs à l’A. niger; cette espèce se trouvait ainsi à occuper le premier rang parmi les moisissures, à égalité avec l’A. fumigatus {3569}.

Une autre étude portant sur 500 patients, qui éprouvaient divers symptômes après avoir été exposés aux moisissures dans des bâtiments endommagés par l’eau, a décelé la production d’anticorps spécifiques IgG, IgM et IgA dirigés contre l’A. niger,ce qui confirme l’existence d’une exposition fongique déclenchant une réaction immunitaire {196}. Des réactions allergiques et de l’asthme déclenchés par l’Aspergillus niger et ses composants ont également été rapportés en milieu de travail (voir dans ce même onglet la section Composés et mécanismes allergènes et l’onglet Milieux particuliers; section Maladies professionnelles).

Plus de détails

La sinusite fongique allergique peut parfois être provoquée par l’A. niger. Ce dernier est l’une des espèces fongiques identifiées dans les sécrétions des sinus de patients souffrant de rhinosinusite fongique allergique {2558}. Chhabraet al. ont rapporté un cas provoqué par l’A. niger sur onze patients ayant développé une sinusite fongique allergique {2537}.

L’aspergillose bronchopulmonaire allergique peut être déclenchée, dans de rares circonstances, par l’A. niger {2587}. Un cas d’aspergillose bronchopulmonaire allergique sans asthme bronchique a été rapporté {2552}.

Composés et mécanismes allergènes

Une étude portant sur les composantes d’A. niger ayant une affinité pour les IgE a démontré que les principaux allergènes sont des sérines-protéinases et que ces allergènes peuvent être associés à l’asthme bronchique extrinsèque {3444}.

La phytase, une enzyme de l’A. niger produite commercialement, est utilisée dans l’alimentation des animaux : c’est un nouvel allergène « professionnel » potentiellement important. Elle entraîne des réactions à IgE spécifiques chez les ouvriers exposés. Une telle sensibilisation à IgE pourrait probablement être la cause de l’asthme professionnel ainsi que d’autres symptômes respiratoires observés dans ces milieux {210; 3572}. De même, la xylanase, une enzyme de l’Aspergillus nigerutilisée comme additif dans les boulangeries, est une molécule sensibilisante de Type I, ou réactine, propre à l’industrie de la boulangerie {3573}.

La ß-xylosidase de l’A. niger est également un allergène professionnel actuellement employé comme agent de gonflement, et elle cause la sensibilisation chez au moins 4 % des boulangers symptomatiques; cette molécule a été nommée Asp-n-14 {3574}.

Pneumonite d'hypersensibilité

Les pneumonites d’hypersensibilité de Type III induites par les Aspergillus sont bien connues en milieu de travail, mais peu de cas provoqués spécifiquement par l’A. niger ont été rapportés {2572}.

Effets toxiques (mycotoxicoses)

La plupart des espèces d’Aspergillus produisent des toxines lorsque l’ensemble des circonstances favorables est réuni. Les effets toxiques associés aux toxines d’A. niger ingérées incluent la cytotoxicité, la neurotoxicité et la néphrotoxicité; malgré tout, cette espèce n’est pas particulièrement reconnue pour sa toxicité.

Plus de détails

On rapporte que quelques espèces du genre Aspergillus, y compris l’A. niger, sécrètent certains des facteurs cytotoxiques auxquels les neurones sont les plus sensibles; des quantités très faibles de ces substances et de courtes périodes d’incubation sont suffisantes pour causer des dommages irréversibles aux cellules, et même affecter des régions éloignées du cerveau. Cette activité spécifique des filtrats d’A. niger pourrait être déclenchée par une molécule de poids élevé pouvant être inactivée par la chaleur {2580}.

L’A. niger produit également une hémolysine protéineuse, la nigerlysine, lorsqu’il est incubé sur une gélose additionnée de sang de mouton; ce composé peut diminuer rapidement la viabilité des cellules neuronales corticales primaires de souris {1532}.

Infection et colonisation

Les infections humaines à Aspergillus niger sont rares. De fait, A. niger est généralement considéré comme un mycète non pathogène; l’inhalation de ses spores est commune, mais la maladie chez les sujets en bonne santé est rare {2574}.

Cependant, quelques cas d’infections cutanées primaires peuvent survenir, tels des cas d’onychomycose, d’otomycose, de sinusite, d’aspergilloses oculaire et pulmonaire de même que des cas rares d’aspergillose secondaire provoqués par cette espèce {2577}. En outre, on rapporte occasionnellement des infections opportunistes chez les patients immunocompromis menant à des infections respiratoires, des kératites mycotiques et des endocardites. Quelques cas d’aspergillose iatrogénique attribuables à l’A. niger ont été également rapportés (voir l’onglet Milieux particuliers; section Infections nosocomiales).

Plus de détails

L’onychomycose, une infection fongique des ongles, est habituellement provoquée par les mycètes dermatophytes, mais cette infection peut aussi, quoique rarement, être provoquée par des espèces d’Aspergillus. Une étude de 5 221 cas d’onychomycose a démontré que 13 d’entre eux (0,2 %) ont été provoqués par l’A. niger {2535}. Tosti et al. {2584} ont également relevé, en Italie, des cas d’onychomycose attribuables à l’A. niger. En Iran, une étude portant sur 1 146 patients souffrant d’onychomycose a souligné que l’A. niger était l’agent le plus fréquent de ce type d’infections fongiques {1833}.

L’otomycose est une infection commune, même chez les sujets immunocompétents, souvent provoquée par des espèces d’Aspergillus {2553}. Se penchant sur des cas d’otites fongiques confirmées, des chercheurs qui réalisaient deux études indépendantes (au Mexique et en Inde) ont trouvé que l’A. niger était respectivement impliqué dans 21 % et dans 57,5 % des cas {2532; 2536}. Une observation semblable a été faite lors d’une étude turque où 47 % des 120 cas étudiés étaient des infections à A. niger {2436}. D’autres études ont également montré que l’A. niger était le mycète le plus commun impliqué dans les otomycoses {2422; 2553; 2568}.

A. niger est parfois mis en cause dans la colonisation des sinus : cette colonisation mène parfois à la formation d’une masse fongique ou d’un aspergillome {2533; 2523}.

Des infections oculaires provoquées par des espèces d’Aspergillus sont associées à la kératite et, sporadiquement, à l’endophtalmite; cependant, ces infections sont rarement attribuées à l’espèce niger {2554}. Un ulcère cornéen noir peu commun attribuable à l’A. niger a été rapporté {2564}. Des cas d’endophtalmite fongique à A. niger chez des patients non immunocompromis ont été associés à l’administration, pour des maux mineurs aux yeux, d’une solution de dextrose vraisemblablement contaminée {2549}.

L’aspergillose pulmonaire envahissante (IPA) est une infection opportuniste grave chez les patients immunosupprimés. Une étude rétrospective portant sur 72 patients souffrant d’IPA, pour lesquels les cultures confirmaient la présence d’espèces d’Aspergillus, a révélé que 13 des cultures étaient positives pour l’A. fumigatus, et 2 pour l’A. niger. Une autre étude ayant trait à 500 patients dont le système respiratoire était colonisé par de l’Aspergillus a indiqué que 80 % de ces patients étaient positifs pour l’A. fumigatus et 10 % pour l’A. niger {360}.

Un cas d’hémoptysie mortelle attribuable à une infection envahissante à A. niger a été rapporté chez un patient présentant une affection pulmonaire cavitaire {2548}. Des cas d’aspergillose pulmonaire nécrosante chronique ont été rapportés chez des patients ayant des lésions cavitaires sous-jacentes provoquées par une infection à bactéries du complexe Mycobacterium avium {172}.

On a également rapporté que A. niger peut être l’agent étiologique de l’oxalose pulmonaire. L’oxalose pulmonaireest une lésion pseudotumorale exceptionnelle : cette lésion peut se produire à la suite d’une infiltration pulmonaire progressive provoquée par un aspergillome saprophytique à A. niger {2575; 2576}.

Un mycétome à l’A. niger présent dans le système des canaux collecteurs et dans l’uretère d’un malade chronique a été également décrit {2565}. Dans un cas, A. niger a été mis en cause à titre d’agent unique dans une infection primaire rare des tissus mous (tissus mous du membre inférieur) chez un patient qui a finalement succombé à une infection fulgurante suivant une fasciite nécrosante {2557}.

Facteur de virulence

Les propriétés cytotoxiques d’A. niger peuvent contribuer à l’établissement de l’infection, même si les facteurs de risque présents chez l’hôte sont des facteurs déterminants plus importants dans le processus infectieux à A. niger que les propriétés cytotoxiques {3612; 3611; 3614}. Pourtant, l’Aspergillus niger semble être une espèce fongique peu virulente qui nécessite, pour produire une infection envahissante, la présence chez l’hôte de facteurs d’immunosuppression grave ou la présence de dommages importants aux barrières naturelles {3599}.

Plus de détails

Une étude de souches d’A. niger, isolées chez des patients présentant une aspergillose pulmonaire, établit que ces souches perturbent les cellules épithéliales respiratoires humaines, mais sans ralentissement significatif de la fréquence du battement ciliaire {2531}. Une autre étude expérimentale démontre que les extraits d’A. niger provoquent des effets cytotoxiques et l’hémolyse des globules rouges de moutons {2487}.

Milieux particuliers

Infections nosocomiales

Des infections nosocomiales à Aspergillus niger ont été rapportées en milieu hospitalier. Étant l’espèce d’Aspergillus la plus répandue, A. niger est fréquemment isolé dans l’environnement intérieur d’hôpitaux {401; 342; 340}. La présence des espèces d’Aspergillus dans l’air d’un hôpital est considérée comme un facteur de risque important associé à l’aspergillose envahissante parce que les patients immunocompromis sont particulièrement à risque de développer ce type d’aspergillose {526; 2448; 342}.

Pour les patients hospitalisés, même des concentrations d’espèces d’Aspergillus spp. inférieures à une unité formatrice de colonies par mètre cube d’air sont considérées comme suffisantes pour causer l’infection {2465}. Cependant, le lien entre des infections à A. niger et la contamination de l’environnement a rarement été démontré de façon claire.

Plus de détails

Les hôpitaux sont des bâtiments où l’air intérieur peut être contaminé par des Aspergillus, incluant l’A. niger {401; 340; 317}. Une étude de 7 mois, réalisée au Memorial Sloan-Kettering Cancer Center, a indiqué que cette espèce représente 56 % des souches isolées d’échantillons d’air, mais seulement 17 % des isolats de patients {2461}. Un grand hôpital tertiaire a mis en place un protocole de surveillance d’Aspergillus au cours d’une période où étaient réalisés d’importants travaux de rénovation à l’intérieur de l’hôpital, et où de grands travaux de démolition/construction étaient effectués près de l’hôpital. Les échantillons périodiques d’air et les 74 échantillons de poussière prélevés dans les conduites de ventilation ont indiqué que l’A. niger était l’Aspergillus le plus répandu, avec une concentration moyenne de 7,57 ufc/m³ {313}.

Dans un autre hôpital tertiaire de soins, A. niger était le mycète le plus souvent récupéré dans l’air, avec une occurrence de 39,2 % {342}. Une concentration d’A. niger située entre 124 et 217 ufc/m³ a été rapportée dans un autre hôpital tertiaire de soins, où cette espèce était encore une fois la plus répandue parmi les Aspergillus {2450}.

Des échantillons environnementaux ont été prélevés dans les chambres d’un département de dermatologie et d’allergologie d’un hôpital universitaire polonais : A. niger était un des mycètes aéroportés cultivables les plus communs, avec une concentration moyenne de 16,5 ufc/m³ {2569}. Une prévalence élevée d’A. niger a également été rapportée dans les climatiseurs des services de réanimation des hôpitaux italiens {2445}.

Malgré tout, très peu d’éclosions associées à l’A. niger provenant de l’environnement hospitalier sont mentionnées dans la littérature {3606; 344; 686; 3607; 317}. Par exemple, la contamination de l’environnement par l’A. niger d’une cuisinette située dans une unité de transplantation de moelle a été identifiée comme source des infections à Aspergillus chez quelques patients {523}. Une pseudoéclosion à A. niger a été rapportée pendant des travaux de construction dans un laboratoire clinique de microbiologie {519}.

De fait, l’aspergillose envahissante, y compris l’infection à A. niger, peut être un problème clinique important pour les receveurs d’une transplantation de moelle {2555; 523}. A. niger a été identifié comme agent étiologique du choc septique chez des patients cancéreux neutropéniques {2561}. Dans une étude portant sur dix-huit patients présentant des malignités hématologiques et dont les cultures étaient positives pour des espèces d’Aspergillus, un seul patient avait une aspergillémie définie et cinq patients avaient une aspergillémie probable. Parmi ces cinq patients, un avait une aspergillémie associée à A. niger {2560}.

Une aortite à Aspergillus suivant une chirurgie cardiaque a été attribuée à l’A. niger {2542}. Des cas d’endocardite àA. niger suivant une chirurgie à cœur ouvert ont été également rapportés. Ces observations suggèrent que les infections à A. niger associées à la chirurgie et aux prothèses cardiaques sont possibles même chez des patients immunocompétents {2562; 2586}.

L’étude portant sur une unité de soins dédiée aux grands brûlés a montré que l’A. niger était l’espèce la plus fréquemment isolée chez les patients et dans leur environnement {1839}. D’autres conditions sous-jacentes affectant l’intégrité des épithéliums peuvent également être des facteurs prédisposant à l’aspergillose envahissante à A. niger : de tels facteurs de risque incluent le diabète {2579} et la tuberculose {2585}.

La contamination par l’A. niger de dispositifs médicaux et de quelques produits pharmaceutiques a été rapportée, ce qui met en évidence les nombreuses possibilités d’infections iatrogéniques : heureusement, ces infections iatrogéniques demeurent rares. Les infections fongiques des défibrillateurs implantables (ICD) sont rares (incidence de 0,5 % en général); l’étude de 3 648 procédures d’ICD a révélé un taux global d’infections de 1,3 % (5 cas) provoquées par l’A. niger{2551}. Du côté des produits pharmaceutiques, dans une étude, on a rapporté que 3 des 72 échantillons de solutés glucosés employés pour des maux mineurs aux yeux étaient contaminés par l’A. niger (6 par l’A. fumigatus et 2 par leCandida albicans). Ces solutés pourraient être un nouveau facteur de risque pour l’endophtalmite fongique {2549}. Un produit commercial se composant de charbon actif en suspension dans du sorbitol 40 % employé comme « décontaminant oral » (ou agent séquestrant en cas de surdosage) a été contaminé par quelques microorganismes, notamment par l’A. niger; l’aspiration accidentelle de la préparation contaminée a été incriminée dans un cas fatal de colonisation et d’infection pulmonaire probable {2547}.

Maladies professionnelles

Plusieurs études ont quantifié l’exposition professionnelle à l’A. niger dans des milieux industriels et ruraux, mais peu se sont intéressées aux risques sanitaires associés. Des cas de réactions allergiques, d’asthme professionnel et de pneumonite d’hypersensibilité de Type III à Aspergillus niger ont été occasionnellement rapportés en milieu de travail.

Les propriétés allergiques et immunotoxiques de l’A. niger pourraient être mises en cause en ce qui concerne certains problèmes d’allergie présents dans des usines où est traitée de la matière végétale; par exemple, A. niger a été associé à l’alvéolite allergique dans une usine d’emballage de thé {2573} et à l’asthme professionnel chez des ouvriers de l’industrie pharmaceutique et de l’industrie de la boulangerie {2541}, chez des ouvriers employant de la phytase d’A. niger en poudre (un additif ajouté dans les aliments pour animaux) {210}, chez un travailleur en production serricole {2544} et chez un ouvrier de l’industrie sucrière (betteraves) {2588}.

Plus de détails

Un cas d’asthme professionnel attribuable à l’exposition à l’A. niger employé dans la production de l’acide citrique a été décrit; huit autres ouvriers avaient été sensibilisés à l’A. niger, mais ils étaient demeurés asymptomatiques malgré une cuti-réaction positive {2583}; dans ce cas, la sensibilisation s’était produite à la suite d’une exposition à de l’antigène libre aérosolisé {2578}. L’utilisation répandue de l’A. niger dans la production industrielle de composés tels que l’acide citrique et de certains enzymes expose les ouvriers à des concentrations élevées de conidies ou à des fractions protéinées; à cette exposition, sont associés la sensibilisation potentielle et différents types de réactions allergiques des voies respiratoires {715}.

Il est possible de trouver cette espèce dans l’environnement des usines de biotechnologie se servant de ce mycète comme ferment dans la production d’acide citrique. Dans ces lieux, de très grandes quantités de spores d’A. niger ont été rapportées {2578}.

Plusieurs études ont démontré que l’A. niger est largement répandu dans certains procédés agricoles, particulièrement dans ceux employant de la matière végétale.

Lors d’une étude ayant lieu dans une grande usine de transformation de pommes de terre, les décomptes effectués sur des échantillons d’air employés pour déterminer la concentration des microorganismes ont indiqué que les mycètes constituaient de 1,2 à 26,9 % du décompte total, et l’espèce dominante était l’A. niger, représentant 99,8 % des mycètes aéroportés totaux {2541}; les auteurs ont exprimé des inquiétudes quant à cette exposition potentielle sensibilisante dans les usines de transformation de pommes de terre. De même, les ouvriers des raffineries de sucre de betterave peuvent être exposés à un nombre élevé de spores fongiques, incluant celles de l’A. niger {2556}. Une étude d’échantillons de coton provenant de diverses régions du monde a révélé que l’A. niger était l’espèce la plus souvent identifiée (9 échantillons sur 13) et qu’il pourrait être la source des problèmes de santé au travail des ouvriers du coton {700}.

A. niger est également un contaminant du matériel agricole, particulièrement du grain avant et après le traitement, et peut être trouvé dans l’air des moulins et des boulangeries {1883}; il a été cultivé à partir d’échantillons d’air dans une boulangerie rurale de l’Inde, à des concentrations atteignant 420 ufc/m³ {2401}. Cette espèce a également été trouvée dans des amandes, des arachides, des noisettes, des pistaches et des graines de tournesol destinées à la consommation humaine {2498}.

Dans de grandes étables fermées, A. niger était le troisième contaminant fongique aéroporté en importance, représentant entre 8,28 et 11,26 % de toutes les spores fongiques prélévées (concentration jusqu’à 326 ufc/m³) {2373}.

A. niger a été isolé dans des cultures de roses à l’intérieur de serres et a été identifié comme étant la source d’un cas de pneumonite d’hypersensibilité {2572}. Flournay et al. ont rapporté que A. niger était la troisième espèce en importance parmi les espèces isolées des épines de roses {2546}; les rosiers sont bien connus pour être sensibles aux maladies fongiques et peuvent agir en tant qu’importants véhicules dans la transmission des microorganismes pathogènes par exposition percutanée (piqûres pénétrant la peau).

Outils de diagnostic

Cultures

Même dans les cas d’infection fongiqueenvahissante à moisissureseptée, confirmés par autopsie ou biopsie, le taux de succès des cultures est faible, soit respectivement de 50 % et de 30 % {3600}. Dans le cas des moisissures communes telles que l’A. niger, pour qu’une culture positive puisse être considérée comme un signe d’infection, l’A. niger doit être présent dans des échantillons provenant de sites considérés normalement comme stériles ou dans des échantillons multiples. On doit interpréter avec prudence une culture positive d’A. niger afin de ne pas la confondre avec une contamination environnementale de l’échantillon.

Histopathologie

La visualisation histopathologique d’hyphes septés typiques, croissant dans le tissu touché, peut confirmer la présence d’une mycose; l’identification à l’espèce de l’agent étiologique peut être obtenue par des méthodes culturelles. La présentation histologique d’une infection profonde à A. niger est typiquement celle d’une infection fongique mycélienne opportuniste et ne peut être distinguée des autres aspergilloses.

Immunodiagnostic

Le sérodiagnostic des infections à A. niger peut contribuer au diagnostic des infections envahissantes, mais un certain degré de réactions croisées (activité hétérospécifique) a été observé {3526; 3532}.

Plus de détails

Les préparations commerciales courantes d’allergènes de l’A. niger pour l’usage in vivo ou in vitro sont vendues, soit sous présentation d’extraits d’espèce unique, soit dans des mélanges d’espèces d’Aspergillus ou dans des mélanges de moisissures environnementales {3284; 3864; 3874; 3875; 2758; 581}.

Les antigènes d’Aspergillus niger font partie du programme américain de surveillance de la Federal Drug Administration (FDA) des États-Unis et du Biological Products Deviation Reporting. Non-Blood Product Codes (registre des substances biologiques fongiques recevant les rapports concernant la non-conformité de produits [traduction libre]) {3285}.

  • GJ08 - Aspergillus amsterdami
  • GJ09 - Aspergillus clavatus
  • GJ10 - Aspergillus flavipes
  • GJ11 - Aspergillus flavus
  • GJ12 - Aspergillus fumigatus
  • GJ13 - Aspergillus glaucus
  • GJ14 - Aspergillus nidulans
  • GJ15 - Aspergillus niger 
  • GJ16 - Aspergillus ochraceus
  • GJ17 - Aspergillus restrictus
  • GJ18 - Aspergillus sydowi
  • GJ19 - Aspergillus terreus
  • GJ20 - Aspergillus ustus
  • GJ21 - Aspergillus versicolor

Liste constituée à partir du registre de l’année 2008 de la Federal Drug Administration (FDA), qui permet de faire le suivi des substances biologiques homologuées, soit le Biological Products Deviation Reporting. Non-Blood Product Codes {3285}.

Épreuves immunodiagnostiques disponibles

Épreuve IgE IgG Antigènes Autre
Cuti-réactions X      
RAST-IgE X      
RAST-IgG   Expérimental    
ELISA-ELIFA        
Immunodiffusion        
Immunofluorescence        
Fixation du complément   N/D    
PCR        
Autre        

Bibliographie

  • 162. Guneser, S., Atici, A., Koksal, F., and Yaman, A. (1994). Mold allergy in Adana, Turkey. Allergol.Immunopathol.(Madr.). 22[2], 52-54.
  • 172. Kobashi, Y., Fukuda, M., Yoshida, K., Miyashita, N., Niki, Y., and Oka, M. (2006). Chronic necrotizing pulmonary aspergillosis as a complication of pulmonary Mycobacterium avium complex disease. Respirology. 11[6], 809-813.
  • 196. Vojdani, A., Thrasher, J. D., Madison, R. A., Gray, M. R., Heuser, G., and Campbell, A. W. (2003). Antibodies to molds and satratoxin in individuals exposed in water-damaged buildings. Arch Environ Health. 58[7], 421-432.
  • 210. Baur, X., Melching-Kollmuss, S., Koops, F., Strassburger, K., and Zober, A. (2002). IgE-mediated allergy to phytase -- a new animal feed additive. Allergy. 57[10], 943-945.
  • 300. Kosalec, I., Klaric, M. S., and Pepeljnjak, S. (2005). Verruculogen production in airborne and clinical isolates of Aspergillus fumigatus Fres. Acta Pharm. 55[4], 357-364.
  • 313. Curtis, L., Cali, S., Conroy, L., Baker, K., Ou, C. H., Hershow, R., Norlock-Cruz, F., and Scheff, P. (2005). Aspergillus surveillance project at a large tertiary-care hospital. J Hosp.Infect. 59[3], 188-196.
  • 317. Petrova, N. A. and Kliasova, G. A. (2005). [Possible sources of aspergilla infection in a hematological hospital]. Ter.Arkh. 77[7], 71-77.
  • 340. Petrova, N. A., Kliasova, G. A., and Funygina, L. P. (2003). [Prevalence of mycelial fungi in hematological hospital]. Ter.Arkh. 75[7], 58-63.
  • 342. Panagopoulou, P., Filioti, J., Petrikkos, G., Giakouppi, P., Anatoliotaki, M., Farmaki, E., Kanta, A., Apostolakou, H., Avlami, A., Samonis, G., and Roilides, E. (2002). Environmental surveillance of filamentous fungi in three tertiary care hospitals in Greece. J Hosp.Infect. 52[3], 185-191.
  • 344. Hahn, T., Cummings, K. M., Michalek, A. M., Lipman, B. J., Segal, B. H., and McCarthy, P. L., Jr. (2002). Efficacy of high-efficiency particulate air filtration in preventing aspergillosis in immunocompromised patients with hematologic malignancies. Infect Control Hosp.Epidemiol. 23[9], 525-531.
  • 360. Pegues, C. F., Daar, E. S., and Murthy, A. R. (2001). The epidemiology of invasive pulmonary aspergillosis at a large teaching hospital. Infect Control Hosp.Epidemiol. 22[6], 370-374.
  • 401. Mallea, M., Renard, M., and Charpin, J. (1983). [Fungal flora in a hospital milieu]. Pathol.Biol.(Paris). 31[3], 177-181.
  • 412. Larone, D H. (1987). Medically important fungi. A guide to identification. 2nd edition, -230 p. New York - Amsterdam - London, Elsevier Science Publishing Co., Inc.
  • 464. Abarca, M. L., Accensi, F., Cano, J., and Cabanes, F. J. (2004). Taxonomy and significance of black aspergilli. Antonie Van Leeuwenhoek. 86[1], 33-49.
  • 509. Heinemann, S., Symoens, F., Gordts, B., Jannes, H., and Nolard, N. (2004). Environmental investigations and molecular typing of Aspergillus flavus during an outbreak of postoperative infections. J Hosp.Infect. 57[2], 149-155.
  • 516. Nogler, M., Lass-Florl, C., Ogon, M., Mayr, E., Bach, C., and Wimmer, C. (2001). Environmental and body contamination through aerosols produced by high-speed cutters in lumbar spine surgery. Spine. 26[19], 2156-2159.
  • 519. Laurel, V. L., Meier, P. A., Astorga, A., Dolan, D., Brockett, R., and Rinaldi, M. G. (1999). Pseudoepidemic of Aspergillus niger infections traced to specimen contamination in the microbiology laboratory. J Clin Microbiol. 37[5], 1612-1616.
  • 523. Loudon, K. W., Coke, A. P., Burnie, J. P., Shaw, A. J., Oppenheim, B. A., and Morris, C. Q. (1996). Kitchens as a source of Aspergillus niger infection. J Hosp.Infect. 32[3], 191-198.
  • 526. Arnow, P. M., Sadigh, M., Costas, C., Weil, D., and Chudy, R. (1991). Endemic and epidemic aspergillosis associated with in-hospital replication of Aspergillus organisms. J Infect Dis. 164[5], 998-1002.
  • 581. Pharmacia Diagnostics AB. (2007). Allergy & autoimmunity. Diagnostics product catalogue 2007. internet , 1-48. Pharmacia.
  • 594. Claeson, A. S., Levin, J. O., Blomquist, G., and Sunesson, A. L. (2002). Volatile metabolites from microorganisms grown on humid building materials and synthetic media. J Environ Monit. 4[5], 667-672.
  • 598. Gao, P., Korley, F., Martin, J., and Chen, B. T. (2002). Determination of unique microbial volatile organic compounds produced by five Aspergillus species commonly found in problem buildings. AIHA.J (Fairfax., Va.). 63[2], 135-140.
  • 603. Nielsen, K. F., Gravesen, S., Nielsen, P. A., Andersen, B., Thrane, U., and Frisvad, J. C. (1999). Production of mycotoxins on artificially and naturally infested building materials. Mycopathologia. 145[1], 43-56.
  • 624. de Ana, S. G., Torres-Rodriguez, J. M., Ramirez, E. A., Garcia, S. M., and Belmonte-Soler, J. (2006). Seasonal distribution of Alternaria, Aspergillus, Cladosporium and Penicillium species isolated in homes of fungal allergic patients. J Investig.Allergol.Clin Immunol. 16[6], 357-363.
  • 686. Loo, V. G., Bertrand, C., Dixon, C., Vitye, D., DeSalis, B., McLean, A. P., Brox, A., and Robson, H. G. (1996). Control of construction-associated nosocomial aspergillosis in an antiquated hematology unit. Infect Control Hosp.Epidemiol. 17[6], 360-364.
  • 695. Rao, C. Y., Riggs, M. A., Chew, G. L., Muilenberg, M. L., Thorne, P. S., Sickle, D. V., Dunn, K. H., and Brown, C. (2007). Characterizing airborne molds, endotoxins and glucans in homes in New Orleans after Hurricanes Katrina and Rita. Appl.Environ Microbiol. .
  • 700. Lane, S. R. and Sewell, R. D. (2006). The fungal profile of cotton lint from diverse sources and implications for occupational health. J Occup Environ Hyg. 3[9], 508-512.
  • 715. Fiedler, K., Schutz, E., and Geh, S. (2001). Detection of microbial volatile organic compounds (MVOCs) produced by moulds on various materials. Int J Hyg.Environ Health. 204[2-3], 111-121.
  • 812. Fungal Research Trust. (2007). The Aspergillus Web-Site. http://www.aspergillus.org.uk . 2007.
  • 816. Patterson, T. F., McGinnis, M. R., and ed. (2009). The fungi :description. Site Doctor Fungus . Mycoses Study Group.
  • 929. Abdel-Hafez, S. I., Shoreit, A. A., Abdel-Hafez, A. I., and el Maghraby, O. M. (1986). Mycoflora and mycotoxin-producing fungi of air-dust particles from Egypt. Mycopathologia. 93[1], 25-32.
  • 930. Abdel-Hafez, S. I. and Shoreit, A. A. (1985). Mycotoxins producing fungi and mycoflora of air-dust from Taif, Saudi Arabia. Mycopathologia. 92[2], 65-71.
  • 989. Centre de recherche sur la conservation des documents graphiques. (2007). Moisissures et biens culturels. Ministère de la culture et de la Communication, France .
  • 991. Pitt, J. I. (1989). Recent developments in the study of Penicillium and Aspergillus systematics. J.Appl.Bact.Symp. Suppi. 37S45S.
  • 1056. Samson, RA, Hoekstra, ES, and Frisvad, JC. (2004). Introduction to food and airbone fungi. 7th, -389 p. Baarn, Centralalbureau voor Schimmellcultures, Institute of the Royal Netherlands Academy of Arts and Sciences.
  • 1532. Donohue, M., Wei, W., Wu, J., Zawia, N. H., Hud, N., De, Jesus, V, Schmechel, D., Hettick, J. M., Beezhold, D. H., and Vesper, S. (2006). Characterization of nigerlysin, hemolysin produced by Aspergillus niger, and effect on mouse neuronal cells in vitro. Toxicology. 219[1-3], 150-155.
  • 1597. Frisvad, J. C., Smedsgaard, J., Samson, R. A., Larsen, T. O., and Thrane, U. (2007). Fumonisin B2 Production by Aspergillus niger. J Agric Food Chem. 55[23], 9727-9732.
  • 1762. Abdel-Hafez, S. I., Moubasher, A. H., and Barakat, A. (1990). Keratinophilic fungi and other moulds associated with air-dust particles from Egypt. Folia Microbiol (Praha). 35[4], 311-325.
  • 1833. Hilmioglu-Polat, S., Metin, D. Y., Inci, R., Dereli, T., Kilinc, I., and Tumbay, E. (2005). Non-dermatophytic molds as agents of onychomycosis in Izmir, Turkey - a prospective study. Mycopathologia. 160[2], 125-128.
  • 1839. Mousa, H. A., Al-Bader, S. M., and Hassan, D. A. (1999). Correlation between fungi isolated from burn wounds and burn care units. Burns. 25[2], 145-147.
  • 1867.  (2003). The truth about mold. Most experts say there's more fear than fact to "toxic mold." But that doesn't mean that indoor mold can't cause health problems. Harv.Health Lett. 28[3], 1-3.
  • 1883. Lugauskas, A., Raila, A., Railiene, M., and Raudoniene, V. (2006). Toxic micromycetes in grain raw material during its processing. Ann Agric Environ Med. 13[1], 147-161.
  • 2226. Lugauskas, A., Sveistyte, L., and Ulevicius, V. (2003). Concentration and species diversity of airborne fungi near busy streets in Lithuanian urban areas. Ann Agric Environ Med. 10[2], 233-239.
  • 2373. Adhikari, A., Sen, M. M., Gupta-Bhattacharya, S., and Chanda, S. (2004). Volumetric assessment of airborne fungi in two sections of a rural indoor dairy cattle shed. Environ Int. 29[8], 1071-1078.
  • 2401. Adhikari, A., Sen, M. M., Gupta-Bhattacharya, S., and Chanda, S. (2000). Incidence of allergenically significant fungal aerosol in a rural bakery of West Bengal, India. Mycopathologia. 149[1], 35-45.
  • 2422. Fasunla, J., Ibekwe, T., and Onakoya, P. (2008). Otomycosis in western Nigeria. Mycoses. 51[1], 67-70.
  • 2436. Kaya, A. D. and Kiraz, N. (2007). In vitro susceptibilities of Aspergillus spp. causing otomycosis to amphotericin B, voriconazole and itraconazole. Mycoses. 50[6], 447-450.
  • 2445. Mobin, M. and do Amparo, Salmito M. (2006). [Fungus microbiota in air conditioners in intensive care units in Teresina, Piaui]. Rev Soc Bras.Med Trop. 39[6], 556-559.
  • 2448. Niessen, L. (2008). PCR-based diagnosis and quantification of mycotoxin-producing fungi. Adv Food Nutr Res. 54:81-138., 81-138.
  • 2450. Panagopoulou, P., Filioti, J., Farmaki, E., Maloukou, A., and Roilides, E. (2007). Filamentous fungi in a tertiary care hospital: environmental surveillance and susceptibility to antifungal drugs. Infect Control Hosp Epidemiol. 28[1], 60-67.
  • 2461. Schmitt, H. J., Blevins, A., Sobeck, K., and Armstrong, D. (1990). Aspergillus species from hospital air and from patients. Mycoses. 33[11-12], 539-541.
  • 2465. Vonberg, R. P. and Gastmeier, P. (2006). Nosocomial aspergillosis in outbreak settings. J Hosp Infect. 63[3], 246-254.
  • 2487. Budzko, D. B. and Negroni, R. (1975). Hemolytic, cytotoxic and complement inactivating properties of extracts of different species of Aspergillus. Mycopathologia. 57[1], 23-26.
  • 2497. Jesenska, Z., Pieckova, E., and Bernat, D. (1993). Heat resistance of fungi from soil. Int J Food Microbiol. 19[3], 187-192.
  • 2498. Jimenez, M., Mateo, R., Querol, A., Huerta, T., and Hernandez, E. (1991). Mycotoxins and mycotoxigenic moulds in nuts and sunflower seeds for human consumption. Mycopathologia. 115[2], 121-127.
  • 2523. Willinger, B., Obradovic, A., Selitsch, B., Beck-Mannagetta, J., Buzina, W., Braun, H., Apfalter, P., Hirschl, A. M., Makristathis, A., and Rotter, M. (2003). Detection and identification of fungi from fungus balls of the maxillary sinus by molecular techniques. J Clin Microbiol. 41[2], 581-585.
  • 2526. Abarca, M. L., Bragulat, M. R., Castella, G., and Cabanes, F. J. (1994). Ochratoxin A production by strains of Aspergillus niger var. niger. Appl Environ Microbiol. 60[7], 2650-2652.
  • 2531. Amitani, R., Murayama, T., Nawada, R., Lee, W. J., Niimi, A., Suzuki, K., Tanaka, E., and Kuze, F. (1995). Aspergillus culture filtrates and sputum sols from patients with pulmonary aspergillosis cause damage to human respiratory ciliated epithelium in vitro. Eur Respir J. 8[10], 1681-1687.
  • 2532. Araiza, J., Canseco, P., and Bonifaz, A. (2006). Otomycosis: clinical and mycological study of 97 cases. Rev Laryngol.Otol.Rhinol.(Bord.). 127[4], 251-254.
  • 2533. Arnaud, M. V., Moraes, M. A., and Nobrega, P. (1994). [2 cases of paranasal aspergilloma due to Aspergillus niger]. Rev Soc Bras.Med Trop. 27[1], 43.
  • 2534. Blumenthal, C. Z. (2004). Production of toxic metabolites in Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, and Trichoderma reesei: justification of mycotoxin testing in food grade enzyme preparations derived from the three fungi. Regul Toxicol.Pharmacol. 39[2], 214-228.
  • 2535. Bonifaz, A., Cruz-Aguilar, P., and Ponce, R. M. (2007). Onychomycosis by molds. Report of 78 cases. Eur J Dermatol. 17[1], 70-72.
  • 2536. Chander, J., Maini, S., Subrahmanyan, S., and Handa, A. (1996). Otomycosis--a clinico-mycological study and efficacy of mercurochrome in its treatment. Mycopathologia. 135[1], 9-12.
  • 2537. Chhabra, A., Handa, K. K., Chakrabarti, A., Mann, S. B., and Panda, N. (1996). Allergic fungal sinusitis: clinicopathological characteristics. Mycoses. 39[11-12], 437-441.
  • 2538. Chirila, M., Nicolau, C., and Florescu, L. (1990). Houses and allergic respiratory syndromes. Med Interne. 28[4], 341-346.
  • 2539. Chulze, S. N., Magnoli, C. E., and Dalcero, A. M. (2006). Occurrence of ochratoxin A in wine and ochratoxigenic mycoflora in grapes and dried vine fruits in South America. Int J Food Microbiol. 111 Suppl 1:S5-9. Epub;%2006 May 22., S5-S9.
  • 2540. Dalcero, A., Magnoli, C., Hallak, C., Chiacchiera, S. M., Palacio, G., and Rosa, C. A. (2002). Detection of ochratoxin A in animal feeds and capacity to produce this mycotoxin by Aspergillus section Nigri in Argentina. Food Addit.Contam. 19[11], 1065-1072.
  • 2541. Dutkiewicz, J., Krysinska-Traczyk, E., Skorska, C., Cholewa, G., and Sitkowska, J. (2002). Exposure to airborne microorganisms and endotoxin in a potato processing plant. Ann Agric Environ Med. 9[2], 225-235.
  • 2542. Duygu, H., Nalbantgil, S., Ozerkan, F., Kirilmaz, B., and Yagdi, T. (2006). Aspergillus niger aortitis after aortic valve replacement diagnosed by transesophageal echocardiography. Echocardiography. 23[5], 405-406.
  • 2543. Esteban, A., Abarca, M. L., Bragulat, M. R., and Cabanes, F. J. (2006). Effect of water activity on ochratoxin A production by Aspergillus niger aggregate species. Int J Food Microbiol. 108[2], 188-195.
  • 2544. Farruggia, E. and Bellia, M. (2001). [Occupational allergic asthma in greenhouses. Report of a clinical case]. Med Lav. 92[3], 203-205.
  • 2546. Flournoy, D. J., Mullins, J. B., and McNeal, R. J. (2000). Isolation of fungi from rose bush thorns. J Okla.State Med Assoc. 93[7], 271-274.
  • 2547. George, D. L., McLeod, R., and Weinstein, R. A. (1991). Contaminated commercial charcoal as a source of fungi in the respiratory tract. Infect Control Hosp Epidemiol. 12[12], 732-734.
  • 2548. Gifford, A. H., Lahey, T., and Fordham Von, Reyn C. (2006). Fatal hemoptysis from invasive Aspergillus niger in a patient with cavitary lung disease and Mycobacterium avium complex infection. Med Mycol. 44[6], 557-560.
  • 2549. Gupta, A., Gupta, V., Dogra, M. R., Chakrabarti, A., Ray, P., Ram, J., and Patnaik, B. (2000). Fungal endophthalmitis after a single intravenous administration of presumably contaminated dextrose infusion fluid. Retina. 20[3], 262-268.
  • 2551. Ho, I. C., Milan, D. J., Mansour, M. C., Mela, T., Guy, M. L., Ruskin, J. N., and Ellinor, P. T. (2006). Fungal infection of implantable cardioverter-defibrillators: case series of five patients managed over 22 years. Heart Rhythm. 3[8], 919-923.
  • 2552. Hoshino, H., Tagaki, S., Kon, H., Shibusa, T., Takabatake, H., Fujita, A., Sekine, K., and Abe, S. (1999). Allergic bronchopulmonary aspergillosis due to Aspergillus niger without bronchial asthma. Respiration. 66[4], 369-372.
  • 2553. Hueso, Gutierrez P., Jimenez, Alvarez S., Gil-Carcedo, Sanudo E., Gil-Carcedo Garcia, L. M., Ramos, Sanchez C., and Vallejo Valdezate, L. A. (2005). [Presumption diagnosis: otomycosis. A 451 patients study]. Acta Otorrinolaringol.Esp. 56[5], 181-186.
  • 2554. Jager, M. J., Chodosh, J., Huang, A. J., Alfonso, E. C., Culbertson, W. W., and Forster, R. K. (1994). Aspergillus niger as an unusual cause of scleritis and endophthalmitis. Br J Ophthalmol. 78[7], 584-586.
  • 2555. Jantunen, E., Piilonen, A., Volin, L., Parkkali, T., Koukila-Kahkola, P., Ruutu, T., and Ruutu, P. (2000). Diagnostic aspects of invasive Aspergillus infections in allogeneic BMT recipients. Bone Marrow Transplant. 25[8], 867-871.
  • 2556. Jensen, P. A., Todd, W. F., Hart, M. E., Mickelsen, R. L., and O'Brien, D. M. (1993). Evaluation and control of worker exposure to fungi in a beet sugar refinery. Am Ind Hyg Assoc J. 54[12], 742-748.
  • 2557. Johnson, M. A., Lyle, G., Hanly, M., and Yeh, K. A. (1998). Aspergillus: a rare primary organism in soft-tissue infections. Am Surg. 64[2], 122-126.
  • 2558. Karpovich-Tate, N., Dewey, F. M., Smith, E. J., Lund, V. J., Gurr, P. A., and Gurr, S. J. (2000). Detection of fungi in sinus fluid of patients with allergic fungal rhinosinusitis. Acta Otolaryngol. 120[2], 296-302.
  • 2560. Kontoyiannis, D. P., Sumoza, D., Tarrand, J., Bodey, G. P., Storey, R., and Raad, I. I. (2000). Significance of aspergillemia in patients with cancer: a 10-year study. Clin Infect Dis. 31[1], 188-189.
  • 2561. Krcmery, V., Jr., Fuchsberger, P., Trupl, J., Blahova, M., Danisovicova, A., Svec, J., and Drgona, L. (1993). Fungal pathogens in etiology of septic shock in neutropenic patients with cancer (short communication). Zentralbl.Bakteriol. 278[4], 562-565.
  • 2562. Kreiss, Y., Vered, Z., Keller, N., Kochva, I., Sidi, Y., and Gur, H. (2000). Aspergillus niger endocarditis in an immunocompetent patient: an unusual course. Postgrad Med J. 76[892], 105-106.
  • 2564. Kumar, M., Arora, R., Sanga, L., and Sota, L. D. (1997). Black corneal ulcer. Cornea. 16[5], 590-591.
  • 2565. Lang, E. K. (2005). Myceliatomas (Aspergillus niger) in the renal collecting system and ureters. J Urol. 174[5], 2014.
  • 2568. Loh, K. S., Tan, K. K., Kumarasinghe, G., Leong, H. K., and Yeoh, K. H. (1998). Otitis externa--the clinical pattern in a tertiary institution in Singapore. Ann Acad Med Singapore. 27[2], 215-218.
  • 2569. Lukaszuk, C., Krajewska-Kulak, E., Baran, E., Szepietowski, J., Bialynicki-Birula, R., Kulak, W., Rolka, H., and Oksiejczuk, E. (2007). Analysis of the incidence of fungal pathogens in air of the Department of Dermatology, Venereology and Allergology of Medical University in Wroclaw. Adv Med Sci. 52 Suppl 1:15-7., 15-17.
  • 2572. Miyazaki, H., Gemma, H., Uemura, K., Ono, T., Masuda, M., Sano, T., Sato, M., Koshimizu, N., Suda, T., and Chida, K. (2004). [Hypersensitivity pneumonitis induced by Aspergillus niger--a case report]. Nihon Kokyuki.Gakkai Zasshi. 42[7], 676-681.
  • 2573. Muller, J., Halweg, H., Podsiadlo, B., and Radwan, L. (1991). [Symptoms and functional disorders of the respiratory system caused by exposure to tea dust]. Pneumonol.Alergol.Pol. 59[5-6], 210-217.
  • 2574. Paula, J. S., Bryk, A., Jr., Lauretti, Filho A., and Romao, E. (2006). Secondary glaucoma associated with bilateral Aspergillus niger endophthalmitis in an HIV-positive patient: case report. Arq Bras.Oftalmol. 69[3], 395-397.
  • 2575. Procop, G. W. and Johnston, W. W. (1997). Diagnostic value of conidia associated with pulmonary oxalosis: evidence of an Aspergillus niger infection. Diagn.Cytopathol. 17[4], 292-294.
  • 2576. Roehrl, M. H., Croft, W. J., Liao, Q., Wang, J. Y., and Kradin, R. L. (2007). Hemorrhagic pulmonary oxalosis secondary to a noninvasive Aspergillus niger fungus ball. Virchows Arch. 451[6], 1067-1073.
  • 2577. Schuster, E., Dunn-Coleman, N., Frisvad, J. C., and Van Dijck, P. W. (2002). On the safety of Aspergillus niger--a review. Appl Microbiol Biotechnol. 59[4-5], 426-435.
  • 2578. Seaton, A. and Wales, D. (1994). Clinical reactions to Aspergillus niger in a biotechnology plant: an eight year follow up. Occup Environ Med. 51[1], 54-56.
  • 2579. Siraj, C. A., Krishnan, J., Nair, R. R., and Girija, A. S. (2005). Invasive aspergillosis producing painful ophthalmoplegia. J Assoc Physicians India. 53:901-2., 901-902.
  • 2580. Speth, C., Rambach, G., Lass-Florl, C., Wurzner, R., Gasque, P., Mohsenipour, I., and Dierich, M. P. (2000). Culture supernatants of patient-derived Aspergillus isolates have toxic and lytic activity towards neurons and glial cells. FEMS Immunol.Med Microbiol. 29[4], 303-313.
  • 2583. Topping, M. D., Scarisbrick, D. A., Luczynska, C. M., Clarke, E. C., and Seaton, A. (1985). Clinical and immunological reactions to Aspergillus niger among workers at a biotechnology plant. Br J Ind Med. 42[5], 312-318.
  • 2584. Tosti, A. and Piraccini, B. M. (1998). Proximal subungual onychomycosis due to Aspergillus niger: report of two cases. Br J Dermatol. 139[1], 156-157.
  • 2585. Viggiani, P. and Besozzi, G. (2006). AmBisome treatment of pulmonary aspergillosis in a patient with tuberculosis. Acta Biomed. 77 Suppl 4:31-3., 31-33.
  • 2586. Vivas, C. (1998). Endocarditis caused by Aspergillus niger: case report. Clin Infect Dis. 27[5], 1322-1323.
  • 2587. Wardlaw, A. and Geddes, D. M. (1992). Allergic bronchopulmonary aspergillosis: a review. J R Soc Med. 85[12], 747-751.
  • 2588. Rosenman, K. D., Hart, M., and Ownby, D. R. (1992). Occupational asthma in a beet sugar processing plant. Chest 101[6], 1720-1722.
  • 2589. Accensi, F., Abarca, M. L., and Cabanes, F. J. (2004). Occurrence of Aspergillus species in mixed feeds and component raw materials and their ability to produce ochratoxin A. Food Microbiology 21, 623-627.
  • 2758. Kurup, V. P., Shen, H. D., and Vijay, H. (2002). Immunobiology of fungal allergens. Int Arch Allergy Immunol. 129[3], 181-188.
  • 3284. Hollister-Stier Laboratories. (2009). Allergenic extracts : Molds. Hollister-Stier Laboratories .
  • 3285. Federal Drug Administration (FDA). (2008). Biological products deviation reporting (BPDR). Non-blood product codes. 3-29-2009.
  • 3318. UniProt Consortium. (2009). Taxonomy : fungi metazoa group. Site de UniProt . 4-6-2009.
  • 3443. Shah, A. and Sircar, M. (1991). Sensitization to Aspergillus antigens in perennial rhinitis. Asian.Pac.J Allergy.Immunol. 9[2], 137-139.
  • 3444. Shen, H. D., Tam, M. F., Chou, H., and Han, S. H. (1999). The importance of serine proteinases as aeroallergens associated with asthma. Int.Arch.Allergy.Immunol. 119[4], 259-264.
  • 3526. Coleman, R. M. and Kaufman, L. (1972). Use of the immunodiffusion test in the serodiagnosis of aspergillosis. Appl.Microbiol. 23[2], 301-308.
  • 3532. Froudist, J. H., Harnett, G. B., and McAleer, R. (1989). Comparison of immunodiffusion and enzyme linked immunosorbent assay for antibodies to four Aspergillus species. J Clin.Pathol. 42[11], 1215-1221.
  • 3538. Battilani, P., Logrieco, A., and Magan, N. (2006). Black aspergilli and ochratoxin A in grapes and wine. Introductory note. Int.J Food.Microbiol. 111 Suppl 1:S1. Epub;%2006 May;%19., S1.
  • 3569. Liam, C. K., Loo, K. L., Wong, C. M., Lim, K. H., and Lee, T. C. (2002). Skin prick test reactivity to common aeroallergens in asthmatic patients with and without rhinitis. Respirology. 7[4], 345-350.
  • 3572. Doekes, G., Kamminga, N., Helwegen, L., and Heederik, D. (1999). Occupational IgE sensitisation to phytase, a phosphatase derived from Aspergillus niger. Occup.Environ.Med. 56[7], 454-459.
  • 3573. Baur, X., Sander, I., Posch, A., and Raulf-Heimsoth, M. (1998). Baker's asthma due to the enzyme xylanase -- a new occupational allergen. Clin.Exp.Allergy. 28[12], 1591-1593.
  • 3574. Sander, I., Raulf-Heimsoth, M., Siethoff, C., Lohaus, C., Meyer, H. E., and Baur, X. (1998). Allergy to Aspergillus-derived enzymes in the baking industry: identification of beta-xylosidase from Aspergillus niger as a new allergen (Asp n 14). J Allergy.Clin.Immunol. 102[2], 256-264.
  • 3587. Gonzalez-Salgado, A., Patino, B., Vazquez, C., and Gonzalez-Jaen, M. T. (2005). Discrimination of Aspergillus niger and other Aspergillus species belonging to section Nigri by PCR assays. FEMS.Microbiol.Lett. 245[2], 353-361.
  • 3598. Klich, MA. (2002). Identification of common Aspergillus species. Ultrecht, Pays-Bas, Centraalbureau voor Schimmelcultures.
  • 3599. Xavier, M. O., Sales, Mda P., Camargo, Jde J., Pasqualotto, A. C., and Severo, L. C. (2008). Aspergillus niger causing tracheobronchitis and invasive pulmonary aspergillosis in a lung transplant recipient: case report. Rev.Soc.Bras.Med Trop. 41[2], 200-201.
  • 3600. Tarrand, J. J., Lichterfeld, M., Warraich, I., Luna, M., Han, X. Y., May, G. S., and Kontoyiannis, D. P. (2003). Diagnosis of invasive septate mold infections. A correlation of microbiological culture and histologic or cytologic examination. Am.J Clin.Pathol. 119[6], 854-858.
  • 3606. Grossman, M. E., Fithian, E. C., Behrens, C., Bissinger, J., Fracaro, M., and Neu, H. C. (1985). Primary cutaneous aspergillosis in six leukemic children. J Am.Acad.Dermatol. 12[2 Pt 1], 313-318.
  • 3607. Opal, S. M., Asp, A. A., Cannady, P. B., Jr., Morse, P. L., Burton, L. J., and Hammer, P. G. (1986). Efficacy of infection control measures during a nosocomial outbreak of disseminated aspergillosis associated with hospital construction. J Infect.Dis. 153[3], 634-637.
  • 3611. Benedetto, N., Sabatini, P., Galdiero, E., and Romano, Carratelli C. (1992). Cytotoxic activity and IL-1 production in mice infected with Aspergillus niger. Microbiologica. 15[3], 243-248.
  • 3612. Benedetto, N., Sabatini, P., Sellitto, C., and Romano, Carratelli C. (1988). Interleukin-2 and increased natural killer activity in mice experimentally infected with Aspergillus niger. Microbiologica. 11[4], 339-345.
  • 3613. Bouras, N., Mathieu, F., Coppel, Y., and Lebrihi, A. (2005). Aurasperone F--a new member of the naphtho-gamma-pyrone class isolated from a cultured microfungus, Aspergillus niger C-433. Nat.Prod.Res. 19[7], 653-659.
  • 3614. Romano, Carratelli C., Benedetto, N., and Sabatini, P. (1986). Modification of the T, K and NK cell population in experimental infection of mice with Aspergillus niger. Microbiologica. 9[4], 461-469.
  • 3638. Vesper, S., McKinstry, C., Haugland, R., Neas, L., Hudgens, E., Heidenfelder, B., and Gallagher, J. (2008). Higher Environmental Relative Moldiness Index (ERMIsm) values measured in Detroit homes of severely asthmatic children. Sci.Total.Environ. 394[1], 192-196.
  • 3864. Immuno Mycologics, Inc. (2003). Aspergillus detection systems : immunodiffusion & complement fixation for antibody detection. 2008.
  • 3874. Immuno Mycologics, Inc. (2003). Online product catalog.
  • 3875. Immuno Mycologics, Inc. (2007). Protocol: fungal antigens, positive controls and immunodiffusion plates for use in the immunodiffusion (ID) test. -7. Immuno Mycologics,Inc. 2009.